последний был локализован в различных участках хромосомы. Эти бактерии были, кроме того, ауксотрофны по определенным аминокислотам. Благодаря этому репликацию можно было останавливать,

щего с момента начала репликации1*, вновь образованные цепи ДНК выделяли центрифугированием в градиенте плотности CsCl (гл. 2, разд. 3, 1,д), после чего оценивали их способность гибридизоваться как с ДНК фага (к, так и с ДНК'фага Ми-1.

По соотношениям между ДНК фагов Ми-1 и к для различных штаммов можно было картировать распространение репликации, начиная с исходной точки, расположенной вблизи гена ilv, соответствующего

РИС. 15-29. Фрагмент реплицирующейся ДНК хромосомы из разрушенных ядер Dro-sophila melanogaster [191]. Расправленная в присутствии формамида ДНК содержит несколько «глазков», образованных в местах репликации РНК. См. рис. 2-23, Б.

74 мин (рис. 15-1). Было показано, что репликация распространяется в двух направлениях вдоль хромосомы и заканчивается между генами trp и his приблизительно на 25-й мин.

Радиоавтографические исследования подтвердили двустороннюю направленность процесса репликации у Е. coli в опытах с использованием особых штаммов ауксотрофов по аминокислотам, характеризующихся низким содержанием нуклеозидтрифосфатов. Добавление аминокислот после голодания вызывало инициацию репликации с лаг-периодом, равным всего 6 мин. Клетки метили 3Н-тимидином, а после того, как репликационные вилки продвигались на небольшое расстояние от места начала репликации, клетки кратковременно метили (импульсная метка) 3Н-тимидином с очень высокой удельной радиоактивностью. При этом на радиоавтографах можно было четко видеть двусторонне направленные репликационные вилки [190] (рис. 15-28).

*> После добавления аминокислот репликация начиналась не одновременно во всех клетках, в связи с чем вновь синтезированные молекулы ДНК имели разную длину.

Репликация ДНК в хромосомах дрозофилы была исследована также в быстро делящихся ядрах методом электронной микроскопии [191].

Скорость репликации в этих ядрах оказалась равной приблизительно 300 000 оснований в одну секунду, причем, согласно данным, полученным в этой же работе, репликационные внлки в хромосомах животных не могут двигаться быстрее, чем со скоростью ~50 оснований в секунду. Таким образом, можно было ожидать, что в хромосоме имеется как минимум 6000 вилок или одна вилка на 10 000 оснований. И такое большое число вилок в действительности удалось обнаружить [191]. Вилки появляются попарно, причем при внимательном изучении оказалось,, что во многих коротких участках содержится одноцепочечная ДНК, т. е. как будто бы одна цепь в вилке реплицируется быстрее другой. Строение одноцепочечных областей между двумя образующими пары вилками; указывает на двустороннюю направленность репликации (рис. 15-29). Репликация в случае Bacillus subtilis также протекает в двух направлениях, однако вилки перемещаются в двух направлениях с разной скоростью [192]. Репликация ДНК фагов л и Т7 также протекает в двух, направлениях [193], тогда как митохондриальная ДНК мыши реплицируется лишь в одном направлении [194].

3. Денатурационные карты

Процесс репликации ДНК в фагах и в митохондриях мышиных клеток был исследован методом электронной микроскопии с использованием в качестве маркеров денатурационных петель. Эти петли представляют собой небольшие участки ДНК, денатурирующиеся в процессе подготовки препаратов для электронно-микроскопических исследований. Возможно, что эти петли ДНК образуются в участках с низким содержанием GC-nap или в участках, обладающих по каким-либо другим причинам пониженной стабильностью по сравнению с остальными участками ДНК. Петли чем-то напоминают гетер оду плексьь (разд. Г, 8, в), однако возникают они по другой причине. В кольцевой митохондриальной ДНК мыши можно видеть две такие петли, отстоящие-одна от другой приблизительно на 180° и отличающиеся друг от друга. Использование этих петель в качестве маркеров позволило проследить, направление репликации. В настоящее время этот метод широко используется.

4. Ферменты синтеза ДНК

После того как была идентифицирована ДНК-полимер аза Г (разд. А,3, а), считалось, что обнаружен основной фермент, обеспечивающий элонгацию цепи при синтезе ДНК. Однако открытие amber-мутанта Е. coli, у которого отсутствовал ген, кодирующий полимеразуГ (ген polA; рис. 15-1), а синтез ДНК тем не менее протекал нормально,, стимулировало интенсивный поиск новых ДНК-полимераз. Были обнаружены два других фермента — ДНК-полимераза II (ген polB) к ДНК-полимераза III, содержание которых не превышало 25% содержания ДНК-полимеразы I [195, 196]. По своим свойствам оба фермента-Напоминали ДНК-полимеразу I, однако в некоторых отношениях эти ферменты значительно различались.

Одно из свойств ДНК-полимеразы I, о котором мы не упоминали ранее, состоит в том, что фермент не только катализирует рост цепей ДНК с З'-конца цепи-затравки, но и вызывает также протекающее в; 10 раз медленнее гидролитическое отщепление нуклеотидов с З'-конца..